Comment mesurer la photosynthèse des plantes ?

💡 Ce qu'il faut retenir :

• Quatre grandes méthodes permettent de mesurer la photosynthèse : les échanges gazeux (analyseur de photosynthèse), la fluorescence chlorophyllienne PAM, la mesure d'O₂ dissous en milieu aquatique et la mesure de lumière PAR/PPFD.
• L'analyseur de photosynthèse fournit les indicateurs les plus complets : assimilation nette de CO₂ (A), conductance stomatique (gs), transpiration (E) et CO₂ intercellulaire (Ci), exprimés par surface foliaire.
• La fluorescence PAM mesure l'efficience du Photosystème II via le ratio Fv/Fm, avec une valeur de référence autour de 0,8 à 0,833 pour une plante sans stress.
• La mesure du rayonnement photosynthétiquement actif (PAR, 400–700 nm) s'effectue en PPFD (µmol·m⁻²·s⁻¹) à hauteur de canopée ; le DLI cumule ce flux sur 24 h en mol·m⁻²·j⁻¹.
• Avant toute mesure, trois paramètres doivent être stabilisés dans la chambre : la lumière (PPFD), la température et la concentration en CO₂.
• Le choix de la méthode dépend du contexte : terrain ou labo, feuille individuelle ou canopée, milieu terrestre ou aquatique, mesure invasive ou non invasive.

L'utilisation d'un analyseur de photosynthèse reste la méthode la plus complète pour caractériser le métabolisme carboné d'une plante. Cet instrument mesure simultanément les échanges gazeux au niveau foliaire : la concentration en CO₂ entrant et sortant de la chambre de mesure, la vapeur d'eau et, selon le modèle, la fluorescence chlorophyllienne. Le processus de mesure de la photosynthèse produit ainsi plusieurs sorties directement exploitables : l'assimilation nette de CO₂ (A), la conductance stomatique (gs), la transpiration (E) et le CO₂ intercellulaire (Ci). Ces indicateurs permettent de calculer le taux de photosynthèse nette normalisé par surface foliaire et par unité de temps, ce qui facilite les comparaisons entre espèces ou traitements. L'analyseur fonctionne en système ouvert ou fermé selon le protocole visé : le système ouvert renouvelle en continu l'air de la chambre et convient aux mesures de terrain prolongées, tandis que le système fermé suit l'évolution des gaz dans un volume fixe.

Le choix de la méthode de mesure dépend avant tout du contexte d'analyse et de l'objectif visé. Les échanges gazeux en chambre foliaire s'adaptent aux mesures fines sur feuille individuelle en laboratoire ou sur le terrain avec un appareil portable ; ils conviennent à l'écophysiologie, à la sélection variétale et au suivi de stress. La fluorescence chlorophyllienne PAM représente l'alternative non invasive de référence pour des mesures rapides en plein champ, sans nécessiter de découpe ni de préparation d'échantillon ; elle renseigne sur l'efficience du Photosystème II et détecte un stress précoce avant même que des symptômes visuels apparaissent. La mesure d'O₂ dissous par voie optique ou électrochimique (approche ExAO) convient aux milieux aquatiques : algues, phytoplancton, plantes immergées, où l'activité photosynthétique se traduit par une variation de la concentration en dioxygène dans l'eau. Enfin, la mesure du rayonnement PAR (capteur quantum) s'utilise lorsque l'objectif porte sur la quantification de la lumière reçue par la culture plutôt que sur une réponse physiologique directe, notamment en serre ou en plein champ pour piloter l'éclairage d'appoint.

Avant toute mesure, l'analyseur de photosynthèse doit être calibré conformément aux recommandations du fabricant. La calibration porte sur les capteurs de dioxyde de carbone et de vapeur d'eau : un point zéro (air épuré de CO₂) et un point d'étalonnage span (concentration connue) définissent la courbe de réponse de l'analyseur infrarouge. Les capteurs d'oxygène intégrés à certains modèles requièrent également une calibration en air ambiant et en atmosphère saturée. L'étanchéité de la chambre foliaire doit être vérifiée avant chaque série de mesures pour éviter toute fuite qui fausserait les bilans de gaz. Il convient aussi de stabiliser l'appareil en température pendant au moins 20 à 30 minutes après la mise sous tension, de contrôler la propreté des fenêtres optiques et de consigner les réglages de débit d'air, de concentration de référence en CO₂ et de PPFD cible dans le cahier de mesures.

La feuille sélectionnée pour la mesure doit être adulte, pleinement développée, sans blessure ni symptôme de maladie, et représentative de l'étage foliaire ciblé. Elle est placée dans la chambre de mesure de l'analyseur de photosynthèse en veillant à ce que la surface foliaire occupe complètement la zone de capture du capteur, afin de normaliser correctement les résultats par cm² ou cm². Les paramètres suivants doivent être fixés dans la chambre selon le protocole expérimental :

• La lumière au niveau de la feuille, exprimée en PPFD (µmol·m⁻²·s⁻¹), réglée selon l'objectif : courbe de réponse à la lumière (de 0 à 2 000 µmol·m⁻²·s⁻¹) ou PPFD fixé simulant les conditions de culture.
• La température de l'air et de la plante dans la chambre, généralement entre 20 et 30 °C selon l'espèce.
• L'humidité relative ou le VPD (déficit de pression de vapeur), pour contrôler l'ouverture stomatique.
• La concentration en CO₂ de référence, souvent fixée à 400 µmol·mol⁻¹ (air ambiant) pour les mesures standardisées.
• Le débit d'air traversant la chambre, qui conditionne la sensibilité et le temps de réponse de l'appareil.

Il est recommandé d'effectuer au minimum trois répétitions sur des feuilles différentes du même individu ou traitement pour obtenir des données statistiquement exploitables.

Une fois la feuille installée dans la chambre, l'enregistrement ne doit démarrer que lorsque les flux de CO₂ et de vapeur d'eau se stabilisent. La stabilisation se traduit par un signal plat sur l'écran de l'analyseur, sans dérive notable sur au moins 30 à 60 secondes consécutives. La durée d'acclimatation varie généralement de 3 à 10 minutes selon l'espèce, la température et le niveau de PPFD appliqué. Lors de cette phase, les conditions de lumière, de CO₂ et de température doivent rester constantes ; toute perturbation mécanique de la feuille ou variation de débit remet le compteur à zéro. Il est recommandé de consigner l'heure de début d'acclimatation, les consignes appliquées et la durée effective de stabilisation, afin de rendre la mesure de photosynthèse reproductible d'une session à l'autre.

Une fois les flux stabilisés, la mesure de la photosynthèse peut démarrer via l'analyseur de photosynthèse. L'appareil enregistre simultanément plusieurs indicateurs à partir desquels le logiciel calcule le taux de photosynthèse nette :

• L'assimilation nette de CO₂ (A), exprimée en µmol CO₂·m⁻²·s⁻¹ : indicateur central de l'activité carbonée.
• La conductance stomatique (gs), en mol H₂O·m⁻²·s⁻¹ : reflète l'ouverture des stomates et leur capacité à laisser entrer le CO₂.
• La transpiration (E), en mmol H₂O·m⁻²·s⁻¹ : quantifie les pertes en eau par les stomates.
• Le CO₂ intercellulaire (Ci), en µmol·mol⁻¹ : renseigne sur la disponibilité interne en CO₂ et les limitations biochimiques.
• L'efficacité d'utilisation de l'eau (WUE = A/E) : ratio qui évalue combien de carbone est fixé pour chaque unité d'eau perdue.

La photosynthèse nette (PN) représente le bilan réellement mesurable : elle correspond à la photosynthèse brute diminuée des consommations respiratoires simultanées (PN = PB − R). En conditions d'obscurité, seule la respiration est mesurée ; la mesure en lumière donne la valeur nette. Les résultats obtenus s'expriment toujours par unité de surface foliaire et par unité de temps pour permettre des comparaisons rigoureuses entre traitements, espèces ou conditions de culture.

La mesure de la photosynthèse permet de relier directement les conditions de culture aux performances physiologiques de la plante, et ainsi d'orienter des décisions agronomiques concrètes. En serre maraîchère, le suivi de l'assimilation nette de CO₂ sur tomate ou poivron guide le réglage de l'enrichissement en CO₂ et de l'éclairage d'appoint pour maximiser la production de biomasse. En sélection variétale, comparer l'activité photosynthétique de génotypes sous stress hydrique ou thermique permet d'identifier les lignées les plus efficientes en eau (WUE élevée). En écologie, la mesure de la photosynthèse sur des espèces de prairie ou de forêt renseigne sur la capacité de séquestration du carbone et l'adaptation aux changements de luminosité. Un appareil pour mesurer la photosynthèse comme un analyseur portable permet également d'évaluer l'impact d'un traitement phytosanitaire ou d'une carence minérale sur le fonctionnement foliaire avant même l'apparition de symptômes visuels. En milieu aquatique, mesurer la photosynthèse pour un étang ou une retenue via la variation d'O₂ dissous fournit des données sur la production primaire et l'état trophique de l'écosystème. Le prix d'un appareil de mesure de la photosynthèse varie selon les fonctionnalités requises, ce qui rend utile d'identifier précisément ses besoins avant l'achat.

Les méthodes traditionnelles reposent sur la mesure directe des échanges gazeux (O₂ et CO₂) pour quantifier l'activité photosynthétique. Trois approches se distinguent selon ce qui est suivi :

• La mesure de la production d'O₂ à la lumière quantifie le dioxygène libéré par les réactions photochimiques ; cette valeur correspond à la photosynthèse nette, puisqu'une fraction de l'O₂ produit est simultanément consommée par la respiration.
• La mesure de la consommation de CO₂ à la lumière suit la disparition du dioxyde de carbone de la chambre ou du milieu ; elle donne directement l'assimilation nette de carbone (PN).
• La mesure en obscurité détermine le taux de respiration (R) seul ; cette valeur permet ensuite de calculer la photosynthèse brute (PB = PN + R) par addition des deux mesures successives.

En milieu aquatique ou en approche ExAO, la mesure de l'O₂ dissous par électrode ou capteur optique dans une chambre fermée étanche suit les séquences obscurité/lumière/obscurité pour séparer les phases respiratoire et photosynthétique. L'utilisation d'un fluorimètre portable complète ces mesures gazométriques en fournissant un indicateur indirect non destructif de l'activité photosynthétique via la fluorescence de la chlorophylle. Pour obtenir des résultats fiables, il est utile de choisir un fluorimètre adapté à l'application visée.

Les méthodes modernes enrichissent les données disponibles sur l'activité photosynthétique en allant au-delà de la simple mesure de flux gazeux. La fluorescence chlorophyllienne PAM (Pulse Amplitude Modulated) constitue la méthode non invasive la plus répandue sur le terrain : en envoyant des séquences de flashs lumineux saturants sur la feuille, le fluorimètre PAM mesure plusieurs paramètres du Photosystème II (PSII). Les indicateurs clés obtenus sont F0 (fluorescence minimale en obscurité), Fm (fluorescence maximale sous flash saturant) et Fv (fluorescence variable, égale à Fm − F0). Le ratio Fv/Fm représente l'efficience photochimique maximale du PSII : une valeur autour de 0,8 à 0,833 indique une plante sans stress photoinhibiteur, tandis qu'une valeur nettement inférieure signale un stress (thermique, hydrique, toxique) ou une photoinhibition. 

Le rayonnement photosynthétiquement actif (PAR) correspond à la fraction du spectre lumineux comprise entre 400 et 700 nm, qui constitue la lumière effectivement utilisable par les chloroplastes. Sa mesure repose sur un capteur PAR quantum placé à hauteur de canopée, qui exprime le flux de photons reçus par unité de surface et par seconde : la PPFD, en µmol·m⁻²·s⁻¹. Le capteur PAR quantum est calibré pour pondérer chaque photon dans la bande 400–700 nm de façon égale, contrairement à un luxmètre qui pondère selon la sensibilité de l'œil humain (centré sur le vert, ~550 nm). L'utilisation d'un luxmètre pour piloter une culture fausse donc l'évaluation de la lumière disponible pour la photosynthèse. 

L'intensité photosynthétique d'une culture peut être évaluée à partir de la dose cumulée de lumière reçue sur 24 heures, appelée DLI (Daily Light Integral). Le DLI s'exprime en mol·m⁻²·j⁻¹ et relie directement la PPFD instantanée à la durée effective d'éclairage. La formule pratique de calcul est la suivante : DLI (mol·m⁻²·j⁻¹) = PPFD moyen (µmol·m⁻²·s⁻¹) × 3 600 × photopériode (h) ÷ 1 000 000. À titre d'exemple, un PPFD moyen de 250 µmol·m⁻²·s⁻¹ pendant 16 heures donne un DLI de 14,4 mol·m⁻²·j⁻¹. Cette intensité photosynthétique formule est utilisée pour évaluer si la dose lumineuse journalière atteint les seuils cibles de l'espèce cultivée : la tomate exige un DLI de 20 à 30 mol·m⁻²·j⁻¹, la laitue de 12 à 17 mol·m⁻²·j⁻¹ et la fraise de 15 à 22 mol·m⁻²·j⁻¹. Si le DLI mesuré descend durablement sous 90 % de la cible, un appoint lumineux ou un ajustement de la photopériode s'impose. Le suivi continu de la PPFD via un enregistreur de données permet de calculer le DLI réel jour par jour et de détecter rapidement un écart dû à un encrassement du vitrage ou à une défaillance du système d'éclairage.